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建立兔脑内血肿模型研究           ★★★ 【字体：小 大】
建立兔脑内血肿模型研究
作者：佚名    论文来源：本站原创    点击数：    更新时间：2008-10-3    
【摘要】  目的 建立稳定、可靠、重复性好的兔脑内血肿模型。 方法 利用兔不抗凝自身血注入脑基底节区形成血肿。通过高磁场强MR序列评价两种注射法（缓慢匀速注射法和快速注射法）的差异。并通过神经功能缺损评分判断血肿对机体的影响。 结果 MR显示缓慢匀速注射法可形成较稳定、形态规则的血肿，与快速注射法形成血肿大小比较差异有显著性（P<0.01）。神经功能评分可见缓慢匀速注射组得分(10.08±3.23)、快速注射组(15.32±2.48)，对照组未见明显神经功能异常，前两者差异有显著性（P<0.05）。 结论 利用缓慢匀速注射法、不抗凝自身血注入兔脑基底节区可形成稳定、可靠、重复性好的脑内血肿模型。
【关键词】  兔 脑内血肿 磁共振 动物实验
　　【Abstract】  Objective  To make a reproducible hemorrhage model in rabbits by injecting autologous blood slowly and gently. Methods  Autologous blood was injected into caudate nucleus of rabbit slowly. Comparing the two injection methods by high field MR scanning. The neurologic deficit score were investigated. Results  MRI revealed the stable and formula intracerebral hemorrhage in gently injection . Statistics showed significant difference between gently injected and fast injected（P<0.01）. Neurologic deficit score showed significant difference between gentle injection (10.08±3.23) and fast injection(15.32±2.48)（P<0.05）. Conclusion  The stable and reproducible intracerebral hemorrhage could be made with autologous blood through gentle injection.
　　【Key words】  rabbit  intracerebral hemorrhage  magnetic resonance imaging  animal experiment  
　　临床上脑出血的发病率及病死率均较高，对其研究也在不断深入。脑出血除了占位效应外，血肿引起的脑水肿及继发性损伤已受到重视［１］。因此，建立稳定可靠、重复性好的脑内出血动物模型将对临床、病理研究及影像学诊断提供很大帮助。作者介绍家兔自身血缓慢匀速注射法及快速注射法制作脑出血模型，并对两种方法进行比较。
　　1  材料与方法
　　1.1  实验动物及分组
　　2003年12月至2005年2月采用体重2000～2500g健康家兔30只（浙江大学医学院实验动物中心提供）。随机分成三组，每组10只。分为缓慢匀速注射组、快速注射组及对照组。
　　1.2  模型制作方法
　　(1)动物麻醉及穿刺定位：常温下给予家兔2.5％戊巴比妥钠，经耳缘静脉注射麻醉。麻醉成功后动物浅感觉消失，呼吸平稳。将动物固定于立体定向仪上（江湾Ⅱ型）。颅顶部脱毛、消毒。取兔眶上切迹后方11mm水平、正中矢状线旁开4.5mm处作为基底节区穿刺点。切开皮肤分离至骨膜，颅骨钻孔。(2)穿刺、注血：①缓慢匀速注血法：用1ml针筒在兔耳正中动脉抽血共500μl（不抗凝），立即经颅顶钻孔垂直穿刺入基底节区，深度11mm。穿刺到位后2min内缓慢匀速注入250μl自体血至基底节区形成血肿，注射完成后保留穿刺针8min，以防止血液自针道反流。②快速注血法：穿刺到位后快速（半分钟以内）注入自体血以形成脑内血肿，注射完成后保留穿刺针8min，以防止血液自针道反流。③对照组：第1组5只动物只钻孔不穿刺；第2组5只动物只穿刺，但不注血。
　　1.3  MR扫描并测量血肿大小
　　采用GE Signa Horizon LX 1.5T 超导型磁共振机，相控振头线圈。扫描序列：T1 weighted imaging(T1WI)、T2 weighted imaging(T2WI)、gradient echo T2* weighted imaging(GRE T2*WI)。脑内血肿形成后30min、3、6、12、24h分别行T1WI、T2WI、 T2*WI序列扫描。观察血肿位置、形态，并测量血肿体积。
　　1.4  神经功能缺损评分
　　24h后观察实验兔神经功能情况，全部模型均出现不同程度神经功能障碍症状，如偏瘫、偏盲、反应迟钝等。用Gacia方法对实验兔进行神经功能评分，最高18分，分值越低功能障碍越重。
　　1.5  病理检查
　　每组各5只实验兔于血肿形成后24h取病理组织检查。实验兔MR扫描后放血处死，取脑固定于9％甲醛24h，以针道为中心，2mm层厚切片。常规石蜡包埋、HE染色。
　　1.6  统计学处理
　　采用SPSS 10.0软件，采用方差分析比较两种注射法血肿大小，采用t检验分析两组兔神经功能评分差异。2  结果
　　2.1  MR各序列扫描
　　MR各序列扫描（图1）：T2*WI显示血肿范围较清楚，30min时即可清楚显示基底节区血肿。缓慢匀速注射组形态较规则，大小较一致。快速注射组血肿形态欠规则、大小不一。T2WI上血肿呈稍高信号，边界欠清；T1WI上血肿呈等信号，边界不清。对照组未见明确血肿形成。在T2*WI序列上测量血肿体积（表1），体积计算按公式＝长×宽×厚度×1/2。表1  两种注射法在T2*WI图像上所形成血肿体积测量值比较（略）
　　2.2  神经功能评分
　　缓慢匀速注射组得分(10.08±3.23)，快速注射组(15.32±2.48)，对照组未见明显神经功能异常。
　　2.3  病理观察
　　24h缓慢匀速注射组均形成较规则血肿，HE染色高倍镜下见血肿周围可见大量小胶质细胞、中性粒细胞浸润，并见少量神经元坏死（图2）。快速注射组血肿形成不规则，其中4例破入侧脑室，3例形成硬膜下血肿。对照组未见明确血肿形成，其中5例穿刺者仅见针道周围少量出血。两种穿刺方法形成脑内血肿体积大小差异有显著性，F＝35.71，P<0.01。两种方法所导致神经功能缺损比较差异有显著性，t＝3.15，P<0.05。
　　3  讨论
    以往脑内出血实验研究以大鼠做模型较多见。由于大鼠体型较小，脑内血肿形成后测量及影像学评价较困难。家兔的基底节区较发达，穿刺定位简单、准确。Del Bigio［２］等曾报道用胶原酶注入鼠脑内形成脑血肿，通过常规扫描观察脑内血肿与组织学相关性。利用胶原酶形成脑血肿模型不符合脑内血肿自然发生规律，而且胶原酶损伤了大量脑组织，可能会影响MRI信号改变，其次胶原酶可能对炎性细胞有诱导作用，会影响脑血肿对周围组织损伤程度的评估。Nahls［３］等用头端带气囊的导管置入基底节制造血肿，此方法只能观察血肿占位效应，不能了解血肿周围环境变化及由于血肿本身引起的周围脑组织损伤。
    家兔凝血功能很强，凝血时间约5min，利用其自身血很容易形成局部血肿。本研究利用家兔自身血注入形成脑内血肿，并比较了两种注射方法所形成血肿大小、形态的差异。其中缓慢匀速注射法较快速注射法形成血肿成功率高，且所导致的神经功能障碍症状较重，注射于基底节区也较符合人类脑内出血好发部位。利用高磁场强MR扫描评价脑内出血敏感性较高，如T2*WI对磁场不均匀性较敏感，且测量血肿容积平均值与实际注射血容积相仿。血液流出血管进入组织间隙，氧化血红蛋白转变呈脱氧血红蛋白，后者使磁场失去均匀性，故T2*WI序列能最早发现脑内血肿。Patel等［４］认为T2*WI对显示超急性期脑内出血较敏感。缓慢注射法形成血肿规则，边界清楚，占位效应明显，同时神经功能缺损表现较明显。缓慢注射法与快速注射法所致神经缺损功能比较差异有显著性。病理组织学显示24h可见血肿周围出现大量小胶质细胞、中性粒细胞浸润，并可见少数神经元坏死。血凝块在基底节区形成占位效应，引起周围脑组织受压缺血、缺氧，并导致神经元变性、坏死。凝血酶、血清及红细胞降解产物均可能对脑组织有一定损害作用［５］。此外，炎性细胞浸润产生IL－6、TNF-等有害物质对脑实质均有损伤［６］。建立稳定可控的脑内血肿动物模型将有助于临床和影像学对脑出血的深入研究。缓慢匀速注射法能形成规则的脑内血肿，而且家兔基底节区发达、个体大，较适合在高磁场强MR下观察，可以制作成稳定的脑内血肿动物模型。
【参考文献】
  　　1 Kidwell CS,Saver JL,Mattiello J, et al.Diffusion-perfusion MR evaluation of perihematomal injury in hyperacute intracerebral hemorrhage.Neurology，2001，57:1611～1617.

　　2 Del Bigio MRI,Yan HJ,Buist R J, et al . Experimental intracerebral hemorrhage in rats magnetic resonance imaging and histopathological correlates.Stroke,1996，27(12):2312～2319.

　　3 Nahls DG, Mendelow AD, Graham DJ,et al. Experimental intracerebral hemorrhage:Early removal of a spontaneous mass lesion improves late outcome.Neurosurgery,1990,27:673～682.

　　4 Patel M R,Edelman RR,Warach S,et al.Detection of hyperacute primary intraparenchymal hemorrhage by Magnetic Resonance Imaging.Stroke， 1996， 27: 2321～2324.

　　5 Carhuapoma J R,Wang P Y,Beauchamp N J,et al.Diffusion－Weighted MRI and Proton MR Spectroscopic Imaging in the Study of Secondary Neuronal Injury After Intracerebral Hemorrhage.Stroke，2000，31:726～732.

　　6 Mayne M，Ni W,Yan HJ，et al.Antisense Oligodeoxynucleotide Inhibition of Tumor Necrosis Factor- Expression Is Neuroprotective After Intracerebral Hemorrhage .Stroke，2001，32：240.
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